0 引言

       作为一种严重的神经系统疾病，周围神经损伤（peripheral nerve injury, PNI）常导致持久且严重的功能与生理障碍^{[1, 2]}。在PNI后，维持有利于神经再生的微环境对于神经元的再生、修复以及微循环系统的重建至关重要。微循环的重新建立能够为神经再生提供必要的营养物质、血液灌注和代谢支持^[3]。

       PNI的修复仍是神经再生领域面临的主要挑战之一。越来越多的证据表明，持续的炎症激活及微循环灌注不足是PNI后再生微环境恶化的关键因素^{[4, 5]}。间充质干细胞（mesenchymal stem cells, MSCs）因其免疫调节、促血管生成及神经再生等特性，被广泛应用于PNI的修复研究^[6]。MSCs通过分泌外泌体和细胞因子，可促进局部血管生成并增强灌注，从而为神经再生创造有利的微环境^[7]。

       目前，干细胞在PNI中的疗效主要通过坐骨神经功能指数（sciatic function index, SFI）或电生理检测进行评估^[8]。然而，电生理检测具有侵入性，而SFI在准确性与可视化方面存在不足，限制了其在临床中的广泛应用。此外，这些方法无法有效评估炎症状态及微循环灌注的动态变化。因此，本研究利用MRI技术，对干细胞治疗在减轻炎症及改善局部灌注方面的作用进行精准、无创且定量的评估。

       目前，已有多种影像学技术用于评估PNI，比如弥散张量成像（diffusion tensor imaging, DTI）和T2加权成像（T2-weighted imaging, T2WI）等^[9]。其中，T2WI可检测神经水肿信号，但无法定量评估功能恢复；DTI可反映神经结构完整性，却难以捕捉微循环血流变化。相比之下，体素内非相干运动（intravoxel incoherent motion, IVIM）成像技术通过生成三个关键参数——灌注分数（perfusion fraction, f）、扩散系数（diffusion coefficient, D）和伪扩散系数（pseudo-diffusion coefficient, D^*）提供了更全面的评估手段。其中，f值代表血管和管腔内液体占总组织液体的比例，可作为评估组织血液供应的间接指标^{[10, 11]}。近年来，IVIM技术在脑卒中及肌肉疾病中的成功应用进一步证明了其在PNI研究中的潜在价值^{[12, 13]}。与传统的组织学分析相比，IVIM能够无创、定量地评估神经损伤后的微循环灌注变化，为制订精准治疗策略提供依据。因此，本研究利用IVIM技术动态监测PNI修复过程中微循环的变化，并结合组织病理学指标评估干细胞移植后再生微环境的改善，旨在为干细胞疗效评估提供客观的影像学依据。

1 材料与方法

1.1 手术与分组

       本研究严格遵循深圳北京大学香港科技大学医学中心制订的动物实验伦理及手术操作规范，经动物实验伦理委员会批准（批准编号：SCXK（粤）2023-515）。实验大鼠由广州吉妮欧生物科技有限公司提供，样本量及分组方法参考既往研究^[14]，共纳入36只健康雄性斯普拉格-道利（Sprague-Dawley, SD）大鼠，随机分为干细胞组（n=18）和对照组（n=18）。实验前，所有大鼠适应性饲养1周，自由摄食饮水。

       参考先前研究建立大鼠坐骨神经挤压伤模型^[15]。麻醉采用3%异氟烷（深圳市瑞沃德生命科技股份有限公司，中国）吸入麻醉（诱导麻醉剂量浓度3%~4%，维持麻醉剂量浓度1%~2%，氧流量500~700 mL/min），待大鼠进入稳定麻醉状态后进行手术操作。动物取侧卧位并固定肢体，剃除左大腿及臀部毛发，常规消毒并铺无菌巾。以坐骨结节为参考，在股骨方向做纵行切口，钝性分离肌间隙，显露坐骨神经。使用止血钳夹持坐骨神经中段约1分钟，造成约5 mm长的损伤段。在显微镜（Olympus BX60，日本）下观察可见损伤区域神经纤维断裂分离，但神经外膜完整，提示模型建立成功。

       术后，大鼠随机分为干细胞组和对照组。骨髓间充质干细胞（bone marrow mesenchymal stem cell, BMMSC）按标准方法从SD大鼠骨髓中分离培养^[15]。在干细胞组中，于建模时在损伤部位神经外膜下注射3 µL BMMSC悬液（5×10⁵ cells/µL），随后分层缝合切口并常规消毒；对照组则注射等体积的磷酸盐缓冲液（phosphate-buffered saline, PBS）。每组包含18只大鼠：8只在术前及术后1、2、3和4周接受MRI扫描和坐骨神经功能评估，其余10只用于在相同时间点对坐骨神经进行组织学检查（每个时间点各有2只大鼠被处死以收集组织样本）。研究流程见图1。

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图1  研究时间表和流程图。IVIM-MRI：体素内不相干运动磁共振成像；FS-T2WI：脂肪抑制T2 加权成像。
Fig. 1  Study timeline and flowchart. IVIM-MRI: intravoxel incoherent motion magnetic resonance imaging; FS-T2WI: fat suppression T2-weighted imaging.

1.2 磁共振检查

       MRI扫描采用3.0 T磁共振成像系统（MAGNETOM Prisma，西门子医疗，德国）进行。在术前及术后第1、2、3、4周对大鼠坐骨神经进行成像。扫描过程中，大鼠均在麻醉状态下完成坐骨神经影像采集。成像序列包括脂肪抑制T2加权成像（fat suppression T2-weighted imaging, FS-T2WI）、T2 mapping以及IVIM-MRI。各序列的详细扫描参数见表1。

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表1  各序列参数详细信息
Tab. 1  Details of sequence parameters

1.3 图像后处理及分析

       若IVIM图像中有超过两个层面出现信号丢失，则予以排除。符合质量要求的图像通过Body Diffusion Toolbox进行后处理，生成f、D和D^*的参数图，并在西门子影像工作站上进行分析^[16]。由两名具有10年以上影像诊断经验的放射科医师在不知情的情况下独立完成测量。利用T2WI进行定位，在损伤坐骨神经的近端及远端分别放置40个像素大小的矩形感兴趣区（region of interest, ROI），每个区域重复测量3次，取平均值作为最终分析结果。

       为评估神经水肿程度，两名医师在T2 maps上按前述方法勾画ROI，并记录相应的T2弛豫时间。

       为评估观察者间测量结果的一致性，根据两名放射科医师测得的IVIM参数（f、D、D^*）计算组内相关系数（intra-class correlation coefficient, ICC）。ICC判定标准如下：0.5≤ICC<0.75表示一致性中等，0.75≤ICC<0.9表示一致性良好，ICC≥0.9表示一致性极佳^[17]。

1.4 坐骨神经功能分析

       在每个MRI扫描时间点（术前及术后1、2、3、4周），对干细胞组及对照组的大鼠进行步态分析。参考先前的研究，计算SFI，以定量评估运动功能障碍情况^[15]。

1.5 组织学分析

       在预设的时间点（术前及术后1、2、3、4周），进行MRI后，从每组中随机选取2只大鼠，通过含4%多聚甲醛（广州云芯生物科技有限公司，中国）的PBS溶液行心脏灌注，并予以安乐死。

       随后进行甲苯胺蓝染色以分析髓鞘结构，采用S100免疫荧光染色评估轴突再生情况。具体的染色步骤及定量分析方法参考先前的研究^[9]。

       为了检测血管内皮细胞特异性标志物血小板-内皮细胞黏附分子（platelet endothelial cell adhesion molecule-1, PECAM-1/CD31）（MAB-0720，福州迈新生物技术开发有限公司，中国）及炎症因子白细胞介素（interleukin, IL）-1α（ab239517，Abcam，英国）、IL-10（AF519，R&D Systems，美国）和过氧化物酶体增殖物激活受体γ（peroxisome proliferator activated-receptor γ, PPARγ）（ab41928，Abcam，英国）的表达情况，取损伤坐骨神经组织石蜡切片（厚约4 µm）并进行免疫组织化学染色。切片经脱蜡、梯度乙醇复水后，在柠檬酸缓冲液（pH 6.0）中于98 °C水浴进行抗原修复。使用3%过氧化氢处理30 min以阻断内源性过氧化酶活性，室温血清封闭30 min。随后分别将切片与抗CD31、IL-1α、IL-10或PPARγ的一抗按制造商推荐的稀释度在4℃下孵育过夜。PBS洗涤后，加入生物素化二抗孵育45 min，再经链霉亲和素-过氧化物酶复合物反应30 min。3, 3'-二氨基联苯胺（广州云芯生物科技有限公司，中国）显色后，用Harris苏木精复染细胞核，脱水封片，在光学显微镜下观察。染色切片经数字切片扫描系统（3DHISTECH Ltd.，匈牙利）扫描成像。定量分析时，每张图像随机选择3个视野，利用Image J软件进行颜色分离与阈值设定，计算阳性染色面积百分比，并将该数值作为最终分析结果。

1.6 统计分析

       统计分析采用SPSS 25.0软件进行。首先使用Shapiro-Wilk检验评估数据的正态性，符合正态分布的数据使用均数±标准差表示。MRI参数（T2、f、D、D^*）的变化采用单因素重复测量方差分析（ANOVA）进行比较，用于分析时间效应、组间效应及其交互效应。多重比较采用Bonferroni法进行事后校正。组织学和功能结果（包括髓鞘面积、髓鞘碎片面积、SFI及CD31、PPARγ、IL-1α、IL-10的表达水平）采用独立样本t检验进行组间比较。采用Pearson相关分析评估IVIM参数与组织学及功能指标之间的相关性。P<0.05时表示差异具有统计学意义。

2 结果

2.1 T2WI与T2 mapping评估坐骨神经水肿

       T2WI用于观察坐骨神经在愈合过程中的水肿变化（图2A），而T2 mapping所得的T2值则用于对神经水肿程度进行定量评估（图2B）。在第1周时，观察到明显的神经水肿，T2值迅速增加；第2~4周，神经逐渐恢复。组间比较结果显示，在第1~2周，干细胞组与对照组的T2值差异无统计学意义（P=0.990，P=0.234）；而在第3~4周，干细胞组的T2值低于对照组（P<0.001，P=0.002）。

       主体内效应分析显示，T2值具有时间变化趋势（F时间=286.825，P<0.001）；干细胞组和对照组的T2值随时间变化的模式差异具有统计学意义（F时间×组间=5.279，P=0.001）。主体间效应分析显示，从整体上看，干细胞组和对照组的T2值的差异具有统计学意义（F组间=13.887，P=0.002）。

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图2  术后各时间点干细胞组与对照组的T2WI。2A：第1周时，两组损伤侧坐骨神经均表现为明显高信号及肿胀，提示存在水肿。第2~4周，干细胞组的水肿（箭头）和高信号逐渐减轻，至第4周接近基线水平。组间比较显示，第1~2周两组水肿程度相近，而到第3周干细胞组水肿较轻；第4周对照组仍可见轻度残余水肿。2B：干细胞组的T2值在第1周达到峰值，随后于第2~4周逐渐下降至接近基线水平。组间比较结果显示，第1~2周两组差异无统计学意义，而在第3~4周，干细胞组T2值显著低于对照组。比例尺=5 mm。
Fig. 2  T2WI in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. 2A: At week 1, T2WI revealed marked hyperintensity and swelling of the injured sciatic nerve in both groups due to edema. From weeks 2 to 4, swelling (arrow heads) and hyperintensity gradually decreased in the BMMSC group, nearing baseline by week 4. Between-group comparisons showed that edema was comparable between groups at weeks 1-2, but by week 3 was milder in the BMMSC group; mild residual edema persisted in the control group at week 4. 2B: In the BMMSC group, T2 values peaked at week 1 and declined toward baseline from weeks 2 to 4. Between-group comparisons showed that no significant differences were seen between groups at weeks 1-2, but by weeks 3-4, T2 values in the BMMSC group were significantly lower than in the control group. Scale bar = 5 mm.

2.2 IVIM成像评估坐骨神经灌注情况

       两位放射科医师对f、D和D^*的测量结果的ICC分别为0.850（95% CI：0.507~0.960）、0.429（95% CI：-0.233~0.820）和0.243（95% CI：-0.420~0.737）。第1周时，两组的f值均迅速下降；至第2、3、4周，f值在两组中均呈逐渐上升趋势（图3A）。组间比较结果显示，在第2~4周期间，干细胞组的f值高于对照组（P<0.001，P=0.003，P=0.002，P<0.001）。此外，在这4周期间，D值及D^*值的变化未见明显规律性（图3B~3C）。

       主体内效应分析显示，f值具有时间变化趋势（F时间=201.894，P<0.001）；干细胞组和对照组的f值随时间变化的模式差异具有统计学意义（F时间×组间=6.682，P<0.001）。主体间效应分析显示，从整体上看，干细胞组和对照组的f值的差异具有统计学意义（F组间=32.593，P<0.001）。

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图3  术后各时间点干细胞组与对照组的IVIM参数。3A：第1周时，两组神经的f值均出现下降；第2~4周期间，f值逐渐恢复。组间比较显示，干细胞组f值的恢复速度较对照组更快。3B~3C：两组的D值及D^*值未呈现明显变化趋势。IVIM：体素内不相干运动；f：灌注分数；D：扩散系数；D^*：伪扩散系数。
Fig. 3  IVIM metrics in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. 3A: At week 1, the nerve f values in two groups decreased; from weeks 2 to 4, the nerve f values gradually recovered. Between-group comparisons showed that f values recovered faster in the BMMSC group than in the control group. 3B-3C: No clear trends were observed in the D and D^* values across the groups. IVIM: intravoxel incoherent motion; f: perfusion fraction; D: diffusion coefficient; D^*: pseudo-diffusion coefficient.

2.3 甲苯胺蓝和免疫荧光染色评估神经再生

       两组坐骨神经的甲苯胺蓝染色结果见图4A。图4B展示了再生髓鞘面积百分比的定量分析结果。第2周时，两组髓鞘面积差异无统计学意义；至第3周，干细胞组再生髓鞘面积显著大于对照组（P=0.028），且这一差异在第4周变得更加显著（P<0.001），提示干细胞治疗可显著促进髓鞘再生。

       此外，图4C展示了髓鞘碎片面积百分比的分析结果。第1周时，干细胞组髓鞘碎片面积显著小于对照组（P=0.002），表明干细胞治疗加速了髓鞘碎片的清除；第2~4周，两组间差异均无统计学意义（P=0.289，P=0.120，P=0.644）。

       免疫荧光染色结果显示，与对照组相比，干细胞组的神经纤维再生速度更快（图5）。

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图4  术后各时间点干细胞组与对照组的甲苯胺蓝染色结果。4A：第1周时，两组均可见大量髓鞘碎片及巨噬细胞浸润（箭头）；第2周时，髓鞘碎片及巨噬细胞数量均减少；第3周时，出现新生的薄壁髓鞘结构（箭）；至第4周，干细胞组髓鞘再生明显优于对照组，两组均未见明显残余碎片。4B~4C：组间比较显示，第3~4周干细胞组髓鞘面积显著大于对照组。在髓鞘碎片清除方面，第1周干细胞组碎片面积显著更小。比例尺=10 µm。
Fig. 4  Toluidine blue staining in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. 4A: At week 1, both groups showed extensive macrophage infiltration with myelin debris (arrow heads). By week 2, myelin debris and macrophages had decreased in both groups. By week 3, newly formed thin-walled myelin (arrow) appeared. By week 4, myelin regeneration was markedly better in the BMMSC group, with debris absent in both groups. 4B-4C: Between-group comparisons showed that myelin area was significantly larger in the BMMSC group than in the control group at weeks 3-4. For myelin debris clearance, debris area was significantly smaller in the BMMSC group at week 1. Scale bar = 10 µm.

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图5  术后各时间点干细胞组与对照组的S100免疫荧光染色结果。第1周时，两组均可见轴突断裂、连续性下降。第2周时，两组均开始出现轴突再生迹象。第3周时，组间差异明显，干细胞组轴突连续性更好，神经纤维排列更为有序。第4周时，干细胞组神经纤维形态基本恢复正常，而对照组的修复仍明显滞后。比例尺=50 µm。
Fig. 5  S100 staining in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. At week 1, both groups showed axonal disruption and reduced continuity. By week 2, axonal regeneration had begun in both groups. By week 3, a marked difference emerged, with the BMMSC group exhibiting better axonal continuity and more orderly nerve fiber arrangement. By week 4, nerve fibers in the BMMSC group had nearly returned to normal, whereas the control group remained delayed. Scale bar = 50 µm.

2.4 免疫组织化学染色评估CD31和炎症因子的表达

       免疫组化染色用于评估CD31的表达情况（图6A）。CD31是一种血管内皮细胞特异性标志物。术后第1周，CD31表达下降；第2、3、4周逐渐升高。组间比较结果显示，第1~4周，干细胞组的CD31表达水平均显著高于对照组（P=0.002，P<0.001，P=0.009，P=0.014；图6B），提示干细胞治疗有助于改善局部微循环灌注。

       此外，免疫组化还用于检测炎症因子（IL-1α、PPARγ及IL-10）的表达。IL-1α是一种促炎因子，在第1~4周，干细胞组中的该因子表达低于对照组（P=0.008，P=0.003，P<0.001，P=0.002；图7A）。PPARγ和IL-10是抗炎因子，在第1~2周，干细胞组中PPARγ的表达更高（P=0.036，P=0.049；图7B）；在第1~3周，干细胞组中IL-10的表达更高（P=0.003，P=0.037；图7C）。

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图6  术后各时间点干细胞组与对照组的CD31表达情况。6A：CD31是血管内皮细胞的特异性标志物，定位于细胞膜上。图中的棕色染色表示CD31阳性表达（箭）。第1周时，两组在损伤部位的血管密度显著减少。第2~4周，干细胞组的血管生成速度显著快于对照组。至第4周，干细胞组的血管密度几乎恢复正常，而对照组则仍较低。6B：组间比较显示，第1周两组的CD31阳性区域显著减少。第2~4周，干细胞组的CD31阳性区域增加速度显著快于对照组。比例尺=50 µm。
Fig. 6  CD31 expression in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. 6A: CD31 is a specific marker of vascular endothelial cells, localized on the cell membrane. The brown staining in the image indicates CD31-positive expression (arrows). At week 1, both groups showed a marked reduction in blood vessels at the injury site. From weeks 2 to 4, angiogenesis was significantly faster in the BMMSC group than in the control group. By week 4, vessel density nearly normalized in the BMMSC group but remained lower in the control group. 6B: Between-group comparisons showed that CD31-positive area was significantly reduced in both groups at week 1. From weeks 2 to 4, the BMMSC group showed a markedly faster increase in CD31-positive area than the control group. Scale bar = 50 µm.

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图7  术后各时间点干细胞组与对照组炎症因子表达情况。7A：第1~4周，促炎因子IL-1α在干细胞组逐渐下降，而在对照组持续处于较高水平。组间比较显示，第1~4周，干细胞组的IL-1α表达显著低于对照组。7B：第1~4周，抗炎因子PPARγ在两组中均逐渐下降。组间比较显示，第1~2周，干细胞组的PPARγ表达显著高于对照组。7C：第1~2周，抗炎因子IL-10在两组中逐渐上升；第3~4周，IL-10在两组中逐渐下降。组间比较显示，在第1周和第3周，干细胞组的IL-10表达显著高于对照组。
Fig. 7  Expression of inflammatory factors in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. 7A: From weeks 1 to 4, the pro-inflammatory factor IL-1α gradually decreased in the BMMSC group but remained elevated in the control group. Between-group comparisons showed that IL-1α expression was significantly lower in the BMMSC group than in the control group from weeks 1 to 4. 7B: From weeks 1 to 4, the anti-inflammatory factor PPARγ gradually decreased in both groups. Between-group comparisons showed that PPARγ expression was significantly higher in the BMMSC group than in the control group at weeks 1 and 2. 7C: From weeks 1 to 2, the anti-inflammatory factor IL-10 gradually increased in both groups; from weeks 3 to 4, IL-10 gradually decreased in both groups. Between-group comparisons showed that IL-10 expression was significantly higher in the BMMSC group than in the control group at weeks 1 and 3.

2.5 SFI评估运动功能

       通过SFI评估大鼠的运动功能恢复。两组均在第1周出现SFI值迅速下降，随后在第2、3、4周逐渐恢复（图8）。组间比较显示，在第3~4周，干细胞组的SFI值显著高于对照组（P=0.003，P=0.010），表明干细胞治疗加速了大鼠的运动功能恢复。

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图8  术后各时间点干细胞组与对照组的坐骨神经功能指数（SFI）。第1周时，两组的SFI值均迅速下降；第2~4周，SFI逐渐上升。至第4周，干细胞组的SFI值已恢复至正常水平。组间比较显示，第3~4周，干细胞组的SFI值显著高于对照组。
Fig. 8  Sciatic function index (SFI) in bone marrow mesenchymal stem cell (BMMSC) and control groups at different postoperative time points. At week 1, SFI decreased in both groups; from weeks 2 to 4, SFI gradually increased in both groups. By week 4, the BMMSC group had recovered to normal SFI levels. Between-group comparisons showed that SFI was significantly higher in the BMMSC group than in the control group at weeks 3 and 4.

2.6 IVIM指标与组织学和功能结果之间的相关性

       坐骨神经IVIM参数与组织学或功能结果之间的相关性见图9。在所有IVIM参数中，f值与组织学及功能结果的相关性最强（r=0.96，P<0.001；r=0.97，P<0.001；r=-0.96，P<0.001；r=-0.77，P=0.009；r=0.90，P<0.001）。

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图9  坐骨神经IVIM参数与组织学及功能结果的相关性热图。颜色表示相关性的方向，红色表示正相关，蓝色表示负相关；颜色强度和圆圈大小表示相关性强度。图中的数字表示相关系数r，例如，f值与髓鞘面积的相关性为r=0.96。IVIM：体素内不相干运动；f：灌注分数；D：扩散系数；D^*：伪扩散系数；*：P<0.05；**：P<0.01；***：P<0.001。
Fig. 9  Correlation heatmap between IVIM metrics of the sciatic nerve and histological and functional outcomes. Colors indicate correlation direction, with red for positive and blue for negative; color intensity and circle size represent correlation strength. Numbers in the figure indicate the correlation coefficient (r), e.g., the correlation between f value and myelin area is r = 0.96. IVIM: intravoxel incoherent motion; f: perfusion fraction; D: diffusion coefficient; D^*: pseudo-diffusion coefficient; *: P < 0.05; **: P < 0.01; ***: P < 0.001.

3 讨论

       本研究基于坐骨神经挤压损伤大鼠模型，综合运用IVIM成像、T2WI、T2 mapping、组织病理学及SFI，动态监测并系统验证了干细胞治疗的疗效及IVIM-f值的有效性。研究结果显示，干细胞移植能够显著改善损伤神经的再生微环境，通过减轻炎症反应并增强局部血流灌注，促进神经再生及功能恢复。同时，IVIM-f值的变化早于T2值，提示其在早期、动态监测周围神经损伤治疗效果方面具有优势，可为评估神经再生情况提供影像学依据。

3.1 干细胞移植在周围神经损伤修复中的作用

       众所周知，大鼠坐骨神经损伤早期常伴随髓鞘及轴突破坏，并引发炎症因子释放和局部组织水肿，从而破坏神经再生微环境^{[18, 19]}。本研究进一步发现，神经损伤后局部微循环灌注明显下降，提示炎性反应与缺血状态可能是限制神经再生的重要因素。在此背景下，骨髓间充质干细胞可通过促进血管生成和神经再生、向施旺细胞分化及调节免疫反应等多种途径，改善损伤神经的再生微环境^[20]。

       本研究结果显示，在神经修复的中后期（第3~4周），干细胞组大鼠的髓鞘再生面积及SFI均显著高于对照组，提示干细胞移植能够有效促进髓鞘再生及功能恢复。免疫组化结果进一步显示，在损伤早期（第1周），干细胞组促炎因子IL-1α表达降低，而抗炎因子PPARγ和IL-10表达升高，同时髓鞘碎片清除更为迅速，从而减轻局部炎症反应。上述抗炎效应有助于减少炎性细胞浸润，降低对施旺细胞的继发性损伤，为后续神经修复提供相对稳定的微环境^{[21, 22]}。

       此外，干细胞移植还可减轻损伤区域水肿。本研究T2成像结果显示，在第3~4周，干细胞组T2值明显低于对照组，提示局部组织水肿得到缓解，这可能有助于改善神经传导条件并促进功能恢复^{[23, 24, 25]}。

       值得注意的是，干细胞组在血流灌注恢复方面亦显著优于对照组，提示促进神经血供重建可能是其发挥修复作用的重要机制之一。既往研究表明，干细胞可通过分化为血管内皮细胞或分泌血管内皮生长因子等促血管生成因子促进新生血管形成，从而改善局部血供^[26]。因此，在周围神经损伤修复过程中，干细胞移植可能通过改善血流灌注，为神经细胞代谢及再生提供必要的物质基础，协同促进结构与功能的恢复。

3.2 IVIM成像在干细胞早期疗效监测中的优势

       本研究联合应用T2 mapping和IVIM成像技术对神经修复过程进行监测，发挥二者的互补优势：T2 mapping主要反映组织水肿，可用于评估神经损伤和修复情况^[27]；而IVIM对微循环和炎性灌注变化具有较高敏感性，适用于早期血流变化的动态监测^[28]。然而，本研究结果显示，在第1~2周内，干细胞组和对照组的T2值随时间变化的模式差异无统计学意义。到第3~4周，两组之间差异才具有统计学意义。这表明，T2测量在早期阶段可能不够敏感，不足以捕捉干细胞治疗引发的初期病理变化，尤其是无法有效反映早期炎性灌注及血流重建的动态过程。相比之下，IVIM-f值在第1周即显示出显著差异，能够更早期地反映干细胞治疗所引发的微循环改善，提示IVIM在干细胞早期疗效监测中的优势。

3.3 IVIM-f值在神经再生评估中的应用

       从机制上分析，f值可反映神经组织的微循环灌注^{[10, 11]}。周围神经损伤后，炎症反应和组织水肿可导致微循环受限，进而影响局部血流灌注^{[29, 30]}。干细胞移植通过调节炎症反应、促进血管生成及轴突重建^{[31, 32, 33, 34]}，可逐步恢复损伤区域的微循环灌注状态，从而表现为f值的上升。这一变化趋势与WANG等在干细胞促进肝脏再生过程中观察到f值随血管生成增强而升高的研究结果一致^[35]。此外，本研究中f值的变化趋势与血管生成标志物CD31及炎症因子水平的变化一致，为上述机制推测提供了组织学层面的支持。

       本研究从微循环灌注的角度评估了神经再生，和既往研究有所不同。本研究结果显示，f值能够反映干细胞治疗后损伤神经局部血流灌注的改善趋势，从而反映神经再生情况。然而，目前评估神经再生的影像学研究多集中于常规MRI或DTI技术。例如，本课题组前期采用DTI参数如各向异性分数（fractional anisotropy, FA）和径向弥散系数（radial diffusivity, RD）评估坐骨神经损伤后的轴突及髓鞘改变^[14]，证实其与神经功能恢复具有较强相关性。这些方法主要是从神经纤维连续性的角度评估神经再生。

       近两年来，IVIM技术被逐步应用于肝脏再生、肿瘤及中枢神经系统疾病的灌注评估。例如WANG等研究证实f值可用于反映肝脏再生过程中的血管生成情况^[35]，ZIMMERMANN等则将IVIM技术用于评估脑卒中相关的灌注改变^[13]。然而，由于周围神经结构细小、信号较弱，IVIM在周围神经损伤疗效监测中的应用仍较为有限。本研究将IVIM成像引入周围神经损伤模型，创新性地从功能性灌注角度揭示了干细胞改善神经再生微环境的影像学特征，提示f值可作为反映周围神经组织再生过程中微循环重建的重要影像学参数，实现对神经再生过程的无创、定量及动态评估。

3.4 IVIM-D值与IVIM-D*值在神经再生评估中的不足

       在三个IVIM参数中，f值在神经损伤后第2至第4周呈逐渐恢复趋势，而D和D^*值未见显著变化。KLAUSS等^[36]在自身免疫性胰腺炎类固醇治疗研究中也观察到类似结果：治疗期间f值显著升高，而D和D^*值未出现明显变化。对此可能有以下解释：首先，D值主要反映组织内水分子的自由扩散^[37]。然而在神经组织中，纤维结构高度定向，限制了水分子的横向扩散，使其主要沿轴突方向扩散^[9]，因此D值对结构变化的敏感性较低。其次，D^*值反映微循环血流速度^[37]，由于外周神经毛细血管网络稀疏，D^*值在该组织中的稳定性较差。

       此外，本研究还发现D值和D^*值的观察者间一致性较低，这一现象与既往多项研究报道一致^{[38, 39]}。例如，SHOR等在测量眼眶炎症时发现，D值和D^*值的观察者间一致性均不理想，其ICC分别为0.60和0.02^[39]。这可能与神经结构细小、信号强度较低有关，在此类组织中，D值和D^*值更容易受到阅片者经验差异及ROI勾画不一致的影响，从而降低参数的一致性^[40]。并且D^*值对噪声水平及拟合算法稳定性高度敏感，因此其测量重复性和观察者间一致性普遍较差^{[41, 42]}。总体而言，在本研究背景下，D值和D^*值可能不适合作为可靠的定量生物标志物。

3.5 本研究的局限性及今后方向

       本研究仍存在以下局限性。首先，SFI主要评估运动功能恢复，未能反映感觉或疼痛相关功能变化，未来可增加如热退缩潜伏期测试或机械刺激反应测试等手段，以更全面评估外周神经功能的恢复。其次，本研究检测了IL-1α、PPARγ和IL-10的水平，但由于受损神经组织体积较小，尚难直接量化关键免疫细胞（如M1/M2型巨噬细胞及T细胞亚群）。此外，实验操作本身可能对结果产生一定影响：神经外膜注射过程也可能轻度影响局部血流与神经传导功能，进而干扰运动学评估结果。后续研究可通过设置注射对照组进一步控制该干扰因素。最后，未来研究可通过开展多中心临床研究，进一步验证IVIM参数在实际临床工作中用于评估周围神经损伤疗效的稳定性及其潜在应用价值。

4 结论

       本研究表明，干细胞移植可通过改善损伤神经的再生微环境、减轻炎症反应并增强局部血流灌注，促进周围神经再生及功能恢复。IVIM-f值有望作为一种无创影像学指标，用于临床中动态监测干细胞治疗后周围神经损伤的修复过程，并辅助评估治疗反应，为个体化治疗方案的制订提供影像学依据。